INTRODUCTION

La caries dental y las enfermedades infecciosas en la cavidad bucal son producidas por microorganismos, lo cual conlleva a problemas de sa- lud que afectan a la población en general1. Se define a la caries dental como un desarrollo patológico lo- calizado que ocasiona el reblande- cimiento del tejido dental de forma irreversible2, asociado al desequili- brio del metabolismo bacteriano3 donde el microorganismo obtiene energía de los alimentos ingeridos, descomponiendo en una amplia gama de carbohidratos al presen- tar flexibilidad genética1, 2. Otros elementos que utiliza son la fruc- tosa, galactosa, maltosa, almidón y sacarosa, formados por monosacá- ridos simples, fructosa y glucosa2, que la bacteria descompone con- virtiéndolos en subproductos, áci- do láctico y etanol que acidifica la boca4, y a los subproductos ácidos producidos por la fermentación de los carbohidratos consumidos en la dieta e higiene5,6, desarrollando la presencia de caries dental y con ello la disminución de la calidad de vida de quien la presenta7.

La lesión cariosa es una de las en- fermedades multifactoriales más prevalente y común en los seres humanos, de tal forma que uno de los factores que desarrollan esta enfermedad son los microorganis- mos, y parte de ellos es el Strepto- coccus mutans, que se presenta por una ruptura en el ecosistema bucal, pero al probar con estas sustancias lo que se pretende es encontrar un componente natural que permita

Recibido: 4 junio, 2018

Aceptado para publicar: 15 marzo, 2019

alcanzar una armonización en este ecosistema, sin afectar otros ele- mentos, y con esto conseguir que los procesos de caries dental se de- tengan.

La fitoterapia asocia los compues- tos fenólicos presentes en dife- rentes frutos rojos8,9 con efectos antioxidantes, antimicrobianos

yantiadhesivos10,11, y se emplea como agente coadyuvante quími- co el gluconato de clorhexidina12, con limitaciones con respecto a la pigmentación asociada a largos períodos de uso13 y resistencia que el microorganismo desarrolla14.

El mortiño, (Vaccinium floribun- dum), conocido como agraz o arándano, pertenece a la familia Ericaceae, es una fruta nativa del Ecuador, llamada también uva de monte, que se encuentra ubicada en los páramos ecuatorianos. Sus propiedades alimenticias se en- cuentran asociadas a la presencia de minerales, vitaminas de com- plejo B, C, antioxidantes relaciona- dos con la presencia de antociani- nas como cianidina y delfinidina, también metabolitos secundarios encargados de su actividad antio- xidante con efectos antiproliferati- vos y cardioprotectores15,16, lo que le convierte en un fruto ideal en industrias, campo médico y culina- rio15, 17. El capulí, (Prunus serotina capuli spp (Cav) Mc. Vaug Cav), per- tenece a la familia de las Rosaceae; probablemente originario de Mé- xico, comercializado en mercados ecuatorianos, su fruta es de forma esférica de 1.5-2 cm de diámetro, de sabor agridulce con cáscara rojo

oscuro, de textura firme y su pul- pa verde pálido, empleado como alimento en la creación de bebi- das y helados18. Presenta actividad antibacteriana y antioxidante con efectos sobre inflamación respira- toria o gastrointestinal19. Entre los compuestos fenólicos presentes en esta fruta están flavonoides y tani- nos, donde se destacan antociani- nas cianuro-3-glucósido y cianuro- 3-rutinosido con gran capacidad antioxidante20,21.

Si bien de forma fisiológica, en la superficie de los dientes se produce una fina película o biofilm22,23 den- tario sobre la cual se desarrollan procesos de adherencia microbiana con el subsecuente establecimiento de la caries como lesión, para cuyo control se han desarrollado dife- rentes agentes antiadhesivos23. Los compuestos de los frutos rojos han mostrado beneficios potenciales en la prevención de problemas infec- ciosos, impidiendo la propagación de bacterias en la cavidad bucal22, por sus propiedades antibióticas y antisépticas, pudiendo ser una op- ción adecuada en los procesos de fi- jación de las bacterias en la cavidad bucal por el mecanismo de antiad- hesión22.

Con estos antecedentes, este estu- dio tiene el objetivo de evaluar la actividad antioxidante de los com- puestos fenólicos presentes en el mortiño y capulí, así como median- te pruebas microbiológicas in vitro, el efecto de inhibitorio de los extrac- tos de las frutas antes mencionadas sobre cepas de Streptococcus mu- tans ATCC 35668.

MATERIALES Y MÉTODOS

Se planteó un estudio experimen- tal, donde mortiño y capulí, ob- tenidos del mercado de Ambato- Ecuador, fueron separados de su cáscara como de su pulpa, obte- niéndose 30g de cada uno de ellos. De la misma manera una cantidad similar de arándano previamen- te deshidratado (marca Nature´s Heart Passion Cherry, supermer- cado “Megamaxi” de Quito), fue pesada (balanza analítica Sartorius TE6101, Germany) y mezclada con 5ml de agua destilada, de forma in- dependiente para hacer una pasta homogénea con cada uno de ellos. La pasta obtenida fue posterior- mente triturada en un mortero y se elaboró un líquido que fue colo- cado en tubos de 15ml para luego ser centrifugados (Sigma 2-16p, Germany) por 5 min a 4000 rpm.

De forma conjunta las cepas puras de Streptococcus mutans ATCC 35668, obtenidas del importador MEDIBAC, fueron activadas en cal- do BHI (Brain Heart Infusion Broth C5141 Criterion, USA), las cuales fueron manipuladas por perso- nal especializado y capacitado del Laboratorio de Investigación de Ciencias de Alimentos de la Facul- tad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad Laica de Eloy Alfaro de Manabí.

Se preparó 15 cajas Petri con 20 mL de medio de cultivo agar sangre de base incubadas a una temperatu- ra de 37ºC durante un periodo 48 horas en microaerofília para su propagación. Finalmente por cada cepa se preparó una suspensión bacteriana al 0,5 Mc Farland. Para medir si las cepas se reprodujeron en el tiempo correcto, se realiza- ron lecturas de absorbancia (Jen- way 6320D, Germany) a 625 nm de longitud de onda a 24 y 48 horas de incubación, y se verificó que la medida de absorbancia obtenida sea directamente proporcional a

la concentración de los microor- ganismos presentes, correlacio- nando la medida de absorbencia con la concentración de microor- ganismos se utilizó un patrón 0,5 Mc Farland que representó una concentración conocida de mi- croorganismos, la cual es de 1,5 x 108 UFC.

En las lecturas se utilizó un pozo blanco, el cual contiene caldo BHI virgen, esa lectura debe ser restada a las lecturas realizadas para elimi- nar la absorbancia procedente del caldo BHI. En cada una de las cajas fueron depositados 6 discos de pa- pel filtro (FishEr Scientific Q2) de 5

mmde diámetro, embebidos con 20 µl de cada uno de los extractos mortiño en pulpa y cáscara, capulí en pulpa y cáscara, arándano deshi- dratado y gluconato de clorhexidina al 0,12%, estos dos últimos emplea- dos como control. La medición de la zona de inhibición se realizó con una regla calibrada (en mm) a las 24 y 48 horas de incubación.

La actividad antioxidante de los compuestos fenólicos totales pre- sentes en las muestras se midió por medio del ensayo TEAC modi- ficado, usando la decoloración por el radical catión ABTS y expresa- da finalmente como mg Trolox/g muestra (Re et ál., 1999)24. Además se consideró A x 250,29= (uM eq)/ (peso muestra = (ugtroloxeq”” )/g y 3 repeticiones por sustancia emplea- do el ABTS y 3 repeticiones por sus- tancia sin usar el ABTS.

El radical ABTS se preparó median- te la reacción acuosa de persulfato de potasio 2,45 mM y ABTS 7 mM. La solución se dejó reposar en la oscuridad por 16h a 20°C. La solu- ción de ABTS obtenida es estable durante dos días y se diluye con etanol (95%) hasta obtener una ab- sorbencia de 0,70 (± 0,1) a 734 nm 30°C. Se mezclan 2ml de la solución de radical ABTS, y se registra su ab- sorbencia a 734 nm, luego se añade

20 µL de la muestra y se mide su absorbencia luego de 6 min. Para la cuantificación de la actividad anti- oxidante se utiliza la diferencia de absorbencias, un blanco de etanol y una curva de calibración usando Trolox como estándar.

Los datos estadísticos fueron tabu- lados en el programa SPSS 22 y se realizó pruebas de normalidad se- gún Kolmogorov - Smirnov y Sha- piro – Wilk y de Kruskal Wallis.

RESULTADOS

El estudio consideró la capacidad inhibitoria del mortiño, capulí y de la clorhexidina como control positivo, en 15 cajas Petri con la evaluación a las 24 y 48 horas, me- diante la medición de la zona de inhibición, y se mostró que mien- tras mayor es el diámetro de la zona de inhibición, existe un ma- yor efecto de la sustancia sobre la bacteria estudiada.

En el análisis descriptivo de los da- tos considerando los dos tiempos de evaluación de la capacidad de inhibición se evidencia que la cás- cara de mortiño presentó el mayor halo de inhibición, seguido de la clorhexidina. (Tabla 1).

En la tabla 2, se observan diferen- cias entre las distintas sustancias, mayores valores en la cáscara del mortiño (13,71) y clorhexidina (11,73), entre los valores más bajos se tiene la cáscara de capulí (6,88).

A las 48 horas de incubación, tam- bién se observa que la cáscara del mortiño tiene un mayor valor real de inhibición del microorganismo que el resto de frutos rojos evalua- dos, y la clorhexidina también pre- sentó un halo de inhibición supe- rior a los demás. (Tabla 3)

Además se muestran diferencias entre las distintas sustancias, ma- yores valores en la cáscara de mor-

Tabla 5. Prueba de normalidad

de Kolmogorov-Smirnov.

Tabla 7. Prueba de dos en dos considerando las

48 horas de evaluación.

Tabla 6. Prueba de dos en dos considerando

24 horas de evaluación

Gráfico 1: Actividad antioxidante hidrofílica

Actividad antioxidante hidrofílica

tiño (17,20) y clorhexidina (17,43), entre los valores más bajos se tiene la cáscara de capulí (8,54), y para verificar si existe diferencia signi- ficativa se hacen las respectivas pruebas no paramétricas, donde no se observa diferencia significa- tiva. (Tabla 4).

Los datos sometidos a la prueba de normalidad de Kolmogorov- Smir- nov, (tabla 5), evidencian que la distribución de datos no es normal y, por lo tanto, se someten a análi- sis mediante la prueba no paramé- trica de Kruskall Wallis.

La prueba de Kruskal-Wallis reve- ló que no todas las medias de las muestras son similares, por lo cual se realizó la prueba dos a dos, con- siderando los dos tiempos de eva- luación, por separado. (Tabla 6 - 7).

En este análisis realizado resultó evidente que las cáscaras de capu- lí y de mortiño, son las sustancias que difieren en relación con las otras en los dos tiempos de eva- luación ejecutados (p=0,00).

Para completar el análisis, tanto mortiño como capulí fueron so- metidos a análisis de la cantidad de antioxidantes de los compues- tos fenólicos presentes en los dos frutos rojos. Los datos fueron eva- luados mediante un análisis es- tadístico descriptivo, que reveló mayores valores de actividad anti- oxidante para la cáscara del morti- ño (19284 ug trolox eq/g) seguido por la cáscara de capulí (10452 ug trolox eq/g). (Gráfico 1).

DISCUSIÓN

Los frutos rojos mortiño y capulí en cascara, obtuvieron valores de inhibición sobre el crecimiento de cepas de Streptococcus mutans ATCC 35668, semejantes a gluco- nato de clorhexidina al 0.12% em- pleada como control tanto a las 24 y 48 horas, coincidiendo con

estudios previos que refieren que los frutos rojos empleados por su capacidad antioxidante muestran un destacado efecto anticancerí- geno25, antienvejecimiento26, an- timicrobiano, lo que ha llevado a pensar en su capacidad de actuar sobre cepas de microorganismos que producen enfermedades a ni- vel bucal como caries dental, lo que guarda relación con el hecho de que los frutos rojos tienen una elevada capacidad antimicrobia- na27.

De los frutos evaluados, el morti- ño (vaccinium meridionale)28 re- sulta muy semejante al arándano, el cual reporta en la literatura un efecto antioxidante importante29 asociado a la presencia de flavo- noides30, ya ha sido empleado a ni- vel odontológico31 con resultados interesantes corroborados en este estudio, sin embargo el capulí per- teneciente a la familia Prunus sero- tina subsp capulí28, es un fruto típi- co de la zona andina del Ecuador sobre el cual no existen estudios, sin embargo como evidencia este estudio, merece ser considerado al encontrar un desempeño muy semejante a la clorhexidina em- pleada como control, resultados que estarían asociados a los com- puestos fenólicos presentes, y que deben ser investigados en estudios futuros.

Si bien los resultados muestran una acción in vitro, positiva de estas sustancias es necesario re- saltar que estas fueron trituradas buscando simular lo que ocurre en boca al mezclar con saliva, consi- derando todos los elementos obte- nidos en un solo extracto sin eva- luarlos de forma separada, lo que consideramos merece realizarse y complementarse con lo ejecutado y reportado32 sobre todo en lo re- ferente a la capacidad antioxidante del mortiño33, esta ausencia de di- ferencia significativa entre las dos sustancias probadas, mortiño y

capulí con la clorhexidina al 0,12% tras diluirla en agua destilada, em- pleada como control, vale la pena evaluar a lo largo del tiempo así como las consecuencias de su em- pleo, buscando siempre el más alto beneficio para el paciente.

CONCLUSIONES

Los frutos rojos mortiño y capulí, tanto en pulpa como en cáscara, obtuvieron valores de inhibición sobre el crecimiento de cepas de Streptococcus Mutans ATCC 35668, semejantes a gluconato de clorhexidina al 0.12% empleada como control, tanto a las 24 y 48 horas de evaluación.

Autores:

Ivonne Yesenia Reyes Pillajo1, Stalin Santacruz2, Marlon Castro3, Clara Elena Villacres4, María Fernanda Chávez Cam- puzano5, Ana Del Carmen Armas Vega6.

1.Odontóloga Universidad Central del Ecuador, ivonlove@hotmail.com

2.PhD en Ciencia de Alimentos, Docente Universidad Laica Eloy Alfaro de Manabí, stalin.santacruz@gmail.com

3.Microbiólogo, Universidad Laica Eloy Alfaro de Manabí

4.Máster en ciencias, Ministerio Agricul- tura y Ganadería

5.Especialista en Rehabilitación oral y Disfunción Temporomandibular y Dolor Orofacial, maferchavez21@gmail.com.

6.PhD en Odontología, Docente Univer- sidad Central del Ecuador, ana_del_ec@ yahoo.es.

Correspondencia:

María Fernanda Chávez Campuzano maferchavez21@gmail.com

Luis alcivar OE4-140 y Avenida Brasil 2248-326/ 0987453553

ECUADOR